Quiero comentaros que hemos abierto una nueva área, los directos realizados en Instagram @victoriainvitro, de manera que si no los habéis visto lo podréis hacer desde el blog.
En los directos Instagram, hemos tenido la fortuna de contar con grandes profesionales donde se han tratado temas que, en su mayoría, previamente se han desarrollado en blog. El objetivo de estos directos, es ampliar con profesionales que se encuentran en primera línea de trabajo, la información disponible y, resolver aquellas dudas que suelen preocupar a las personas que recurren a las técnicas de reproducción asistida.
Quiero expresar mi admiración y gratitud hacia los profesionales que han contribuido tan generosamente a este proyecto.
Durante mucho tiempo, de cara a la opinión pública, el estudio del varón infértil se limitaba a una valoración del seminograma básico y un perfil hormonal. Cuando la muestra seminal presentaba unos valores por debajo de los límites considerados rangos de normalidad, parecía que todo estuviese perdido o con muy bajos resultados.
El estudio de las causas de la infertilidad masculina, se han ido desarrollando diversas estrategias a nivel pre-testicular, testicular y post-testicular, como ya tratamos en una entrada del blog anterior, Fig. 2-3.
Fig. 1.- Causas de infertilidad masculina pre-testiculares y testicularesFig. 2.- Causas de infertilidad masculina post-testiculares
La incorporación de la ICSI, abrió un campo de posibilidades a aquellos varones que no podían tener descendencia. No obstante, y como ya hemos tratado anteriormente, la ICSI ha de aplicarse en los casos que lo requieran y no se aconseja su utilización de forma general.
Conforme avanzan la tecnología y los conocimientos, queda al descubierto una gran área por investigar en el diagnóstico de la infertilidad masculina y la selección espermática. Recodemos que los mejores espermatozoides seleccionados han de pasar a través del tracto genital femenino por el útero, oviducto, el istmo y en la ampolla donde llegarán para fecundar un óvulo, pero para ello han de completar diferentes etapas que han sido objeto de numerosos estudios.
Etapas de los espermaozoides en la fecundación del óvulo
La capacitación espermática, es un conjunto de cambios fisiológicos durante la maduración de los espermatozoides, permitiéndoles fecundar un óvulo. Destacando patrones alterados de movilidad (movilidad hiperactivada) y una remodelación sustancial de la membrana plasmática para facilitar la presentación/desenmascaramiento de los receptores de la superficie de los espermatozoides que dirigen la adhesión y la penetración de la matriz del cúmulo, test de la unión al ácido hialurónico (AH).
Especial importancia tienen los biomarcadores, por ejemplo, el lípido monosialotetrahexosilgangliósido (GM1), se emplea como biomarcador para valorar la porcentual de espermatozoides capacitados mediante el test comercial llamado Cap-Score, que en función de la valoración de la distribución espacial del gangliósido espermático dominante GM1, permite diferenciar entre varones fértiles e infértiles.
Reacción acrosómica conduce a la liberación de su contenido acrosómico, una serie de enzimas que debilitan la capa pelúcida del óvulo y, por otro lado, se produce una remodelación de la estructura de la cabeza del espermatozoide permitiendo la fusión de las respectivas membranas de los gametos y la fecundación.
Además de la contribución del genoma paterno, hay pruebas de que los espermatozoides transmiten factores epigenéticos, incluidos los sncRNAs, son pequeñas cadenas de RNA (Ribonucleic acid, RNA) que no se traducen en proteínas, y van a influir en:
Regulación epigenética
Maduración del esperma
Desarrollo embrionario
Efectos intergeneracionales
Es decir, los sncRNAs, intervienen en el proceso de la embriogénesis preimplantacional. Fig. 3
Metodologías desarrolladas en busca del espermatozoide más competente
Basados en los estudios sobre la fisiología de los espermatozoides se han ido desarrollando diversas metodologías a fin de detectar el espermatozoide más competente para conseguir la fecundación. En la Fig. 5a, podemos ver metodologías más convencionales y más innovadoras, muchas de ellas se emplean en la práctica clínica. Y en la Fig. 5b hacia donde se dirigen los estudios futuros sobre la infertilidad masculina, partiendo de técnicas ya empleadas en los laboratorios, surgen nuevas tecnologías. Además, los algoritmos de la inteligencia artificial (IA) aportan una mayor información objetiva, reducen el tiempo de trabajo y procesan gran cantidad de datos.
Fig. 5a.- Metodologías establecidas e innovadoras
Es de esperar que la tendencia hacia una medicina de precisión permita el manejo de la infertilidad masculina de forma más detallada gracias a las plataformas tecnológicas avanzadas (secuenciación del exoma completo) y los análisis proteómicos (identificación de biomarcadores moleculares). Así como la asociación de tecnología de imágenes avanzada (imágenes holográficas de esperma en 3D) y la IA, cuyos algoritmos podrán seguir mejorando a medida que se disponga de grandes y robustos conjuntos de datos para su entrenamiento, aprendizaje automático.
Comentario
En esta breve exposición se ha tratado de mostrar como es el avance dentro del estudio andrológico de la infertilidad masculina, centrado en la selección espermática, y hacia dónde se encamina. Mucho más allá, usando como pilares técnicas microfluídicas, la robótica o automatización de los procesos y la inteligencia artificial, para la próxima década se espera que muchos de los procesos del laboratorio de FIV se realicen de forma mucho más objetiva y automatizada, ya se habla del “laboratorio de FIV en una caja”, pero esto es otro tema y se escapa a esta entrada.
No obstante, muchas de las metodologías expuestas tienen un desarrollo preclínico y necesitan ser validadas antes de entrar a formar parte de la rutina clínica. Puede que algunas a pesar de ser interesantes desde el punto de vista de la investigación, no se encuentren dentro de un rango satisfactorio de coste/beneficio.
Se abre una nueva etapa con mayor conocimiento y tecnología avanzada que resulta excitante y prometedora, esperemos que no solo faciliten el trabajo en los laboratorios de FIV, sino que permitan hacer realidad el sueño de muchas personas.
Hemos tratado en el blog el seguimiento del desarrollo embrionario desde la fecundación hasta blastocisto en diferentes entradas. Incluyendo dentro del dentro del día +1 (D+1) la división temprana (DT), observación adicional 25-27h posinseminación. Si bien en un principio se podría pensar que DT sería un «plus de calidad», es controvertida la relación entre la DT y los resultados clínicos, en cuanto a tasas de implantación y gestación.
De hecho, no parece ser una variable morfocinética de gran peso específico para el pronóstico de la implantación. Únicamente, si en el momento de la valoración de la DT mediante la observación por los sistemas de Time-lapse (TLS), el embrión presenta 3 blastómeros, procedentes de una división rápida o directa (de 1 a 3 células) tiene su importancia. Este fenómeno también se ha denominado mitosis tricotómica, mitosis tripolar o multipolar, división directa o división anormal y se define como la división abrupta de un blastómero en tres blastómeros hijos o un intervalo de ciclos celulares inferior a cinco horas. Si ocurre principalmente en la primera división mitótica, así como en la segunda y tercera división, van a dar lugar a embriones que tienen comprometido su potencial de implantación y en consecuencia un mal pronóstico reproductivo.
En esta entrada nos vamos a centrar en la primera división mitótica anormal, de una a tres células.
Primera división mitótica
Una vez producida la singamia(fusión de los dos gametos haploides, el espermatozoide y el óvulo) tienen lugar una serie de eventos mitóticos que consisten en duplicar el número de células (blastómeros) después de cada ciclo celular (10-12h). Es de una gran relevancia este paso, ya que a partir de una célula (cigoto) se producirá todo un ser completo. Una vez el cigoto se divide en dos células hijas indiferenciadas (blastómeros), es de esperar que ambas reciban la misma cantidad de material nuclear (mitosis) y citoplasmático (citocinesis), o sea, que sean iguales, y esto transcurre bajo el control de factores maternos primarios almacenados del ovocito Figura 1.
Fig.1.- Desarrollo de fecundación a primera división
Sin embargo, puede ocurrir que la primera división mitótica esté alterada dando lugar a una distribución desigual del material genético en los blastómeros. De hecho, la primera división mitótica es la principal fuente de aneuploidías de origen mitótico en embriones humanos. Es excepcionalmente propensa a errores dando lugar a una pérdida de cromosomas, la principal responsable del mosaicismo preimplantacional, y parada del desarrollo celular.
En el embrión preimplantacional temprano con un número incorrecto de copias cromosómicas es un factor crítico, ya que ocasiona fallos de implantación, pérdida temprana del embarazo o embarazos en curso cromosómicamente anormales.
El trabajo de Coticchio et al., 2023 lo considero muy didáctico para explicar la importancia del paso de singamia, mediante la primera división mitótica, a las dos células hijas y los diferentes fenómenos adversos que se producen en este periodo, al referirlos como un puente de suelo de tablas y cada una de ellas si se altera tendrá graves consecuencias en el desarrollo del futuro embrión. Fig. 2
Fi.2.- Mediante este esquema se representan las diversas adversidades que pueden ocurrir en el transcurso de paso de cigoto a dos células hijas (blastómeros) marcano el posterior desarrollo embriionario.
Uno de estos fenómenos adversos es la división tricotómica o división directa desigual de una célula a tres, también pueden producirse cuatro o cinco blastómeros, pero es menos frecuente. Como ya hemos mencionado, se trata de un ciclo celular más corto (5h) que no permite la replicación completa del ADN y por lo tanto habrá una distribución desigual del ADN entre ambos blastocistos.
Una de las explicaciones de la división mitótica anormal, dentro de la complejidad de los pasos implicados en la mitosis (que se escapan a esta entrada), está relacionada con elhuso mitótico o acromático. Se trata de una estructura crucial en la división celular, formada por microtúbulos proteicos que se desarrolla durante la mitosis y la meiosis. Su función principal es asegurar la correcta segregación de los cromosomas en las células hijas.
En condiciones normales, los microtúbulos del huso se organizan en dos polos opuestos. Esto permite que los cromosomas se distribuyan adecuadamente entre las células hijas.
Cuando se observan tres células hijas en lugar de dos, es probable que el huso mitótico haya sufrido una modificación anormal. Esto resulta en la formación de tres polos de microtúbulos durante la mitosis. Como consecuencia, se producen errores en la distribución de los cromosomas.
En la Fig. 3 el esquema se compara la segregación cromosómica tomando como representación de los 46 cromosomas un par de cromosomas metacéntricos y un par de cromosomas acrocéntricos. Se representan los pares paternos (amarillos) y maternos (verdes) de cromátidas, respectivamente; centrómero, puntos grises; microtúbulos del huso, líneas azules y centrosomas (cilindros azul ).
(a) Huso bipolar normal, segregación cromosómica en un huso bipolar, ambas células hijas tienen los dos pares normales de cromosomas.
(b) Huso tripolar, la mitosis tripolar conlleva una distribución aleatorio de cromosomas a uno de los tres ejes, dos de cada tres hijas. De manera que dos células tienen solo 3 cromosomas y son monosómicas para el cromosoma acrocéntrico y la tercera célula es nulisómica para el cromosoma metacéntrico y tiene un par biparental normal para el cromosoma acrocéntrico.
Fig.3 La mitosis bipolar con reparto igualitario de material genómico y citoplasmático en las células hijas (blastómeros) y Mitosis tripolar, donde los cromosomas se reparte de forma aleatoria dando lugar a nulisomias, momosomias y diversas alteraciones cromosómicas
En resumen, las células hijas recibirán un material genético anormal, ya sea en exceso o en defecto. Esto puede afectar su viabilidad celular debido a inestabilidades cromosómicas o mutaciones en los genes relacionados con la división celular.
Mediante la realización de test genético preimplantacional para aneuploidías (PGT-A) se han relacionado ciertas formas complejas de aneuploidía embrionaria caótica (una o más disomías, monosomía paterna y materna, entre otras) con una segregación cromosómica inicial dirigida por un huso tripolar.
¿Qué datos hay sobre la primera división mitótica directa?
Uno de los primeros trabajos más completos sobre las divisiones directas en primera, segunda y tercera división es el de Zhan et al., 2016, datos que se resumen en el siguiente esquema, junto a aportaciones de otros autores. Fig.4
Fig.4 Datos sobre la primera división mitótca directa
¿Qué hacer con los embriones derivados de una división tricotómica?
Los sistemas de Time-Lapse has marcado un antes y un después en la selección embrionaria, especialmente para deseleccionar aquellos embriones que a priori morfológicamente parecen “perfectos” pero, al observar su evolución, se detectan anormalidades de desarrollo. Uno de los primero pasos donde se producen dicha anomalías es en la primera división mitótica. Cuando se produce una primera división mitótica directa desigual, los embriones derivados de este tipo de división están asociados a embriones multinucleados, tienen una baja tasa de desarrollo a blastocisto, y de hacerlo, los blastocistos euploides transferidos parecen tener muy poca o ninguna capacidad de implantación. Es más, en estudios donde se ha analizado la segunda división mitótica directa de 2 a 3 células, se sugiere que los embriones con este tipo de división directa deberían ser descartados, es más, sugieren esta característica como posible marcador morfocinético potente válido en el uso clínico.
Comentario
Se están realizado diversos estudios sobre la implicación de la primera división mitótica anormal facilitando un mayor conocimiento sobre la causa del desarrollo embrionario anormal, su bloqueo o su incapacidad para implantar. De manera que, desde el estadio de singamia se pueda realizar una valoración con carácter predictivo sobre el posible desarrollo embrionario y, por tanto, tomar medidas que permitan realizar algún tipo de acción o descartarlos para evitar transferencias ineficaces.
Espero que el tema haya sido de tu interés .
Si tienes alguna sugerencia o pregunta házmela saber.
Todos los embriones generados mediante las técnicas de reproducción asistida (FIV) han de tener un proyecto reproductivo, por lo tanto, los pacientes, mujer sola o pareja, son responsables del destino de sus embriones criopreservados. Si por diversas causas deben trasladarlos, es importante que conozcan que se puede pedir el cambio de centro de custodia y de qué forma llevarlo a cabo. Este tema que generaba cierta incertidumbre a los pacientes y profesionales hace unos cuantos años, nos llevó a publicar en 2012, un artículo centrado en el traslado de los embriones criopreservados entre los centros de reproducción humana (RHA) cuyo objetivo era determinar cómo abordar el tema de los traslados de embriones criopreservados, ya que no existía un protocolo único para todos los centros (Grossmann et al., 2012)
Recientemente se ha publicado la Guía de traslados de muestras Criopreservadas, realizada por el Grupo de Interés de Criobiología de ASEBIR (GIC-ASEBIR). Desde aquí, felicitarles porque era algo necesario que se había dilatado en el tiempo.
La elaboración de esta Guía del GIC-ASEBIR, no sólo se refiere a embriones, sino que bajo el término muestras criopreservadas se incluye:
Embriones humanos procedentes de técnicas de reproducción asistida, embriones tempranos, mórula o blastocisto hasta el séptimo día tras la aplicación de la técnica correspondiente.
Óvulos obtenidos tras ciclos de estimulación.
Muestras seminales.
Los autores han hecho un gran trabajo, ratificado por la Junta Directiva de ASEBIR, al recoger la legislación vigente (revisada por Fernando Abellán García, Derecho Sanitario); definir los diferentes tipos de traslado y documentación necesaria; cómo han de ser los contenedores, el transporte, etiquetado de muestras y documentación que ha de acompañarlos; la trazabilidad y los traslados internacionales. Siempre cumpliendo la Ley de Protección de Datos Personales y Garantía d ellos Derechos Personales (LOPD), a cargo del centro origen que ha de proteger la información personal de los pacientes durante el traslado siempre que lo realice un tercero.
De los tres tipos de traslados de material criopreservado:
Traslados a petición puntual del paciente.
Distribución de gametos o embriones donados
Traslados de muestras por causa de fuerza mayor
Nos vamos a centrar en esta entrada en el primer punto, referido al traslado a petición del paciente, a grandes rasgos, por considerar que puede generar más interés para ellos.
¿Por qué cambiar de centro donde está el material criopreservado?
Los motivos por los cuales los pacientes requieren trasladar sus gametos/embriones a otro centro suelen ser:
Cambio de domicilio de una ciudad a otra e incluso a otro país.
Descontento con la clínica que generó los embriones.
Cambio de la Seguridad Social a una clínica privada.
Preferencia de atención en otro centro.
¿Qué pasos son necesarios para realizar el traslado a petición de los pacientes?
Los pasos a realizar están bien definidos según el tipo de traslado, en los que respecta a para gametos y embriones es el mismo:
Los pacientes deben notificar por escrito al centro donde tienen su material criopreservado (centro origen/ centro emisor), su deseo de trasladarlo a otro centro (centro receptor) mediante una solicitud de traslado.
Preparación de las muestras, etiquetado, almacenamiento y documentación que la acompaña. Todas las muestras biológicas criopreservadas se encuentran almacenadas a una temperatura de –196ºC sumergidas en nitrógeno líquido. Se encuentran bien identificadas ya que deben incorporar en la superficie del dispositivo de soporte (criotubo, pajuela, cryotop, cryolock, etcétera) la información básica de identificación: Nombre y apellidos del/la propietario/a de la muestra biológica; tipo y número de muestras que contiene; fecha de congelación y número de dispositivo.
Una vez localizadas las muestras, se pasan a los contenedores de transporte, embalaje secundario, son pequeñas bombonas de nitrógeno líquido o de vapores de nitrógeno líquido mediante los transportes en seco o dry-shippers. Los dry-shippers son criotanques que están recubiertos internamente por un material poroso que absorbe el nitrógeno líquido y mantiene la temperatura estable a través de los vapores que emanan internamente durante todo el proceso. Es el sistema más recomendable, mantiene una autonomía de unos 7-8 días, semejante a los contenedores de nitrógeno líquido. Además, los dry-shippers son los únicos autorizados para realizar los traslados vía aérea o por ferrocarril, por no contener líquido potencialmente peligroso.
Es imprescindible contar con un dispositivo adosado al criotanque con una sonda de temperatura en su interior, data logger. Este tipo de dispositivos permiten una monitorización continua de temperatura, permitiendo la trazabilidad del proceso.
Una vez las muestras en el interior del criotanque, se cierra y sella con una bridanumerada de forma correlativa.
La documentación para el centro receptor consta de la siguiente información: Centro origen; fecha de congelación; tipo y características (semen, ovocitos, embriones); procedimiento detallado de criopreservación y recomendaciones para su descongelación. Por último, información relevante donantes/pacientes, origen de los gametos
Este documento se adjunta junto al criotanque sellado, dentro de la estructura de protección, embalaje exterior, que se sella con una nueva brida numerada. De esta manera, se asegura que el criotanque no ha sido manipulado en ningún momento durante todo el trayecto. Normalmente se añaden un par de bridas numeradas extra por si las autoridades competente, en algún momento del traslado, deciden abrir el criotanque para su comprobación; en este caso, se volverá a sellar con las bridas de la nueva numeración y el incidente ha de quedar detallado por escrito.
La documentación para el centro receptor consta de la siguiente información: centro origen; fecha de congelación; tipo y características (semen, ovocitos, embriones); procedimiento detallado de criopreservación y recomendaciones para su descongelación; así como información relevante donantes/pacientes, origen de los gametos.
Transporte del material criopreservado. Es importante saber que el traslado, no pueden realizarlo los propios pacientes, ha de ser personal autorizado. Es necesario contar con una empresa de transporte certificada y autorizada para el traslado de muestras biológicas. Aunque en casos de una corta distancia, el personal de la clínica origen pueden realizarlo hasta el centro de destino (de ello doy fe).
El traslado, se recomienda principalmente por vía terrestre, por carretera, y en caso que sea forzoso por vía aérea, es importante el uso de aviones de gran tamaño, donde siempre el material biológico ha de ir en cabina junto a la persona responsable del traslado. Un estudio sobre el traslado aéreo de ovocitos vitrificados, aunque se realizó con un bajo número de casos, señalaba que existe una cierta inestabilidad de temperatura durante el trayecto, especialmente al despegar y aterrizar el avión, que coincide con cambios de presión, encontrando una cierta disminución en las tasas de implantación y gestación, si bien no era significativo, es un dato a valorar.
Una vez llegado el material criopreservado al centro receptor, tendrá que comprobar que todo está en orden y aceptar las muestras.
Todos los pasos han de estar perfectamente documentados para obtener una trazabilidad de todo el proceso. Fig 1.
Fig. Resumen de los pasos en el traslado de muestras criopreservadas a petición del paciente.
Un punto importante a conocer: Traspaso de custodia
Durante el proceso de traslados, nacional o internacional, se produce un traslado de custodia del material criopreservado, o, dicho de otra manera, un cambio de responsabilidad sobre ello.
El centro origen gestiona que las muestras solicitadas para el traslado estén debidamente etiquetadas y almacenadas en el contenedor de nitrógeno líquido, así como con la documentación pertinente. Una vez entregado al transportista, su responsabilidad termina.
La compañía transportista, desde el momento que firma la recepción, es responsable de las muestras. Si bien no suele ocurrir, puede que, a pesar de todas las medidas llevadas a cabo para un traslado óptimo, se produjese algún accidente que dañara las muestras. En ese caso, el responsable es la compañía trasportista, a la cual se le pedirá la responsabilidad civil.
En el centro de destino, lo primero es comprobar si el material está en perfectas condiciones. Caso de no ser así, ha de dejarse constancia por escrito del problema.
SI todo está bien, el centro receptor firma la aceptación de las muestras y la responsabilidad del material criopreservado entregado recae sobre el centro receptor.
Traslados
Ya sean Nacionales o Internacionales están sujetos al Real Decreto 65/2006, de 30 de enero, por el que se establecen los requisitos para la importación y exportación de muestras biológicas. y posterior modificación con la Orden SAS/3166/2009
Nacionales. Legislación vigente. Pasos descritos para traslado de muestars criopreservadas a petición de los pacientes.
Internacionales. Destacar que mientras el traslado es dentro de la UE rigen las misma normativa para traslados de petición de pacientes, como hemos visto, en nuestro país.
En países fuera de la UE, traslados extracomunitarios, requieren autorización Ministerio de Sanidad previo. Caso afirmativo, siguen las mismas normas descritas para petición de pacientes.
Destacar que los traslados extracomunitarios a países del Este, Estados Unidos de América y Canadá, suelen tener problemas para obtener permisos ya que se no se permiten su traslado para su empleo en gestación subrogada.
En resumen:
1.- Los pacientes pueden trasladar sus gametos/embriones, tanto en territorio nacional como internacional, siempre que lo deseen.
2.- Existe todo un marco legal donde se especifica cómo proceder al realizar un traslado de material criopreservado entre centros autorizados.
3.- Los diferentes pasos del proceso, etiquetado, almacenaje, contenedores de transporte, traslado vía aérea y/o terrestre, y recepción de las muestras en el centro destino está perfectamente detallado y documentado. Trazabilidad.
4.- Existe un traspaso de custodia durante el proceso de traslado.
Espero que haya sido de tu interés. Si tienes alguna duda o quieres plantear alguna cuestión déjala en comentarios o escríbeme a victoriainvitro@gmail.com
En esta ocasión, ya que hace unos días se ha celebrado día de la Ciencia y la Tecnología, hemos considerado el presentar un trabajo de investigación. Nos hemos fijado que en el último Congreso ASEBIR 2023, la comunicación científica del Dr. Jorge Ten y su equipo, recibió el Premio a la Innovación GENEA BIOMEDX. Se trata de un proyecto de investigación que ha destacado por su carácter innovador en el ámbito de la biología de la reproducción. Nos ha parecido de interés invitar al director del proyecto a compartirlo con nosotros en esta sección.
Os hago, como siempre, una breve presentación. El Dr. Jorge Ten es Doctor en Ciencias de la Biología por la Universidad de Valencia. Embriólogo clínico senior certificado por ESRHE. Director de la Unidad de Embriología del Instituto Bernabeu y Profesor Asociado de la Universidad de Alicante
Conozcamos en qué consiste su innovadora investigación y su posible aplicación clínica.
Placa de selección espermática mediante el empleo de células de la granulosa de la propia paciente
Desde hace más de 3 años, el equipo de Embriología del Instituto Bernabéu, dirigido por el Dr. Jorge Ten, desarrolla un dispositivo que permite seleccionar a los mejores espermatozoides con ayuda de las células de la granulosa de la propia paciente. Esos espermatozoides son los que se emplearán posteriormente en el proceso de fecundación in vitro.
¿Y por qué las células de la granulosa?
Para que suceda la fecundación en el tracto reproductor femenino deben ocurrir una serie de procesos moleculares coordinados entre el espermatozoide y el ovocito.
Uno de los procesos esenciales es el paso del espermatozoide a través de las células del cúmulo, las cuales están formadas por una gran cantidad de células de la granulosa que envuelven al ovocito. Estas células secretan diferentes sustancias que están involucradas en la selección espermática, como son la progesterona, prostaglandinas o el ácido hialurónico. Se ha descrito que la progesterona tiene la capacidad de atraer a los espermatozoides, estimular su movimiento flagelar y favorecer ciertas modificaciones y/o reacciones en el espermatozoide que le permiten adquirir la capacidad fecundante.
Por todo ello, pensamos que el uso de estas células para la selección espermática in vitro podía ser un método más natural y que además no estaba implantado en los laboratorios como un procedimiento de práctica clínica habitual.
Proyecto inicial de investigación y resultados esperanzadores
Comenzamos entonces una larga andadura, iniciada con un estudio piloto en el que analizamos el efecto de la selección espermática mediante células de la granulosa en 1000 ovocitos. Aquellos espermatozoides que atravesaban esta barrera celular tenían más posibilidades de fecundar y el desarrollo embrionario posterior era mejor, alcanzando más embriones el estadio de blastocisto y mejorando la calidad de los mismos.
Desarrollo industrial del dispositivo
Tras estos resultados prometedores, y con la ayuda de un equipo de ingenieros, diseñamos una placa de selección, donde estudiamos la capacidad de albergar un número suficiente de células de la granulosa y de espermatozoides.
Tras varios prototipos, la placa específica para la selección espermática fue elaborada según las buenas prácticas de fabricación y estaba compuesta por materiales embriotestados. La placa con nombre comercial “Oosafe® ICSI Dish with Sperm Selection” ha sido producida por la empresa SparMED (Denmark), fabricantes de materiales fungibles usados habitualmente en el laboratorio de reproducción asistida.
Oosafe® ICSI Dish with Sperm Selection
En dicha placa se realizan los dos procedimientos: la selección espermática y la microinyección intracitoplasmática (ICSI), con el objetivo de minimizar los riesgos y reducir el uso de material de laboratorio.
La placa se divide en dos secciones bien diferenciadas: una sección superior dedicada a llevar a cabo la ICSI, y una sección inferior que consta de carriles diseñados para la deposición tanto de las células de la granulosa como de los espermatozoides. Estos carriles están grabados en la placa y se componen de tres zonas claramente diferenciadas, cada una con un propósito específico. La Zona 1 (derecha) se utiliza para depositar los espermatozoides, la Zona 2 (central) se dedica al almacenamiento de las células de la granulosa, y finalmente, la Zona 3 (izquierda) es el destino de los espermatozoides que han atravesado las células de la granulosa y, por lo tanto, los que serán utilizados para la microinyección.
En estos momentos, continúa en marcha un estudio prospectivo aleatorio y multicéntrico para verificar los efectos beneficiosos del empleo de este dispositivo. Parte de estos resultados han sido enviados a la Sociedad Europea de Reproducción Humana y Embriología (ESHRE) y estamos a la espera de conocer si finalmente serán publicados.
En otra línea paralela, también observamos una disminución significativa de la fragmentación del ADN de los espermatozoides que fueron capaces de atravesar la barrera de células de la granulosa. Este trabajo fue aceptado como comunicación oral en el Congreso ASEBIR del pasado año y además obtuvo el Premio a la Innovación, otorgado por Genea Biomedx.
Felicitamos al Dr. Jorge Ten por su trabajo y agradecemos su colaboración y amabilidad al compartir con nosotros su proyecto.
Espero que haya sido de tu interés y si tiene alguna duda o curiosidad házmelo saber en comentarios o escríbeme a victoriainvitro.com
La comprobación de la fecundación de los ovocitos, se realiza entre las 16h-18h tras haber realizado la inseminación por FIV o ICSI (D+1). Es importante analizar si los ovocitos tienen una fecundación normal, para ello han de presentar los 2 pronúcleos (PN) y los 2 corpúsculos polares (CP), sería representado por 2PN+2CP. Pero, pueden ocurrir una serie de alteraciones en los procesos, en la extrusión del segundo corpúsculo polar y/o formación de los pronúcleos dando lugar a fecundación anómala y, por tanto, en la mayoría de los casos, son descartados.
Origen de 1PN+2CP
En el caso que nos ocupa, en cigotos 1PN+2CP, la presencia de un solo pronúcleo (incidencia entre el 2,7% – 5,6%), en principio, podría indicar que eshaploide (23 cromosomas) y por lo tanto no viable, ni transferible. Sin embargo, podría ser que el cigoto 1PN fuese diploide, debido a diferentes orígenes:
1. En el 80% de los casos la haploidía es debida a una forma de partenogénesis en la que el óvulo es activado por la presencia del espermatozoide (sin entrada del espermatozoide) o activación de ovocitos con entrada de espermatozoides, seguida de formación de pronúcleo femenino, sin que se forme pronúcleo masculino, por lo cual éste no contribuye con su ADN a la descendencia (ginogénesis). Mientras que es menos común la formación del pronúcleo masculino, el pronúcleo femenino no se forma (androgénesis)
2. La observación puntual puede no valorar una asincronía en la formación de los pronúcleos, es decir, que se formen los pronúcleo en tiempos diferentes, o se haya producido una fusión temprana (3-4h), donde la formación de pronúcleos femenino y masculino se fusionan/incorporan, creando un gran pronúcleo, por lo tanto, serían cigotos diploides(46 cromosomas)
3. Disomia uniparental es un hecho ocasional en el que un pronúcleo no se desarrolla, pero el otro pronúcleo ya contiene un genoma diploide o, alternativamente, el genoma haploide sufre una endoreduplicación.
Hasta hace unos años cigotos con fecundación anormal era descartados, pero posteriormente diversos trabajospublicados sostienen que los embriones derivados de cigotos 1PN han dado lugar al nacimiento de niños vivos sanos, por lo cual han propuesto que los embriones derivados de cigotos 1PN no deben ser descartados sino considerados para transferencia. Sin embargo, los derivados de ICSI, el cultivo a blastocistos no es tan eficaz, y por tanto, la transferencia de estos embriones 1PN debe tratarse con precaución.
Entonces… ¿Qué hacer los cigotos 1PN?
Según los criterios ASEBIR (2015), que se mantienen respecto a los cigotos 1PN en la actualización de 2018, morfología convencional, aquellos embriones derivados de cigotos 1PN fecundados mediante FIV, se aconseja dejarlos en cultivo extendido hasta blastocisto ya que en un 80% son blastocistos diploides. Mientras que, para aquellos cigotos 1PN derivados de ICSI se aconseja descartarlos, ya que sólo un 20% de ellos, si evolucionan, serían embriones euploides. No obstante, la decisión de seguir adelante con el cultivo de estos embriones queda bajo criterio de cada laboratorio. Tabla I
El estudio de la morfocinetica, con la aparición de los sistemas Time-lapse (STL) ha aportado mayor información gracias a la observación continua de los fenómenos de fecundación, desde la extrusión del segundo CP, aparición de PN masculino y PN femenino, fusión, y la desaparición pronuclear y posterior desarrollo embrionario. Estas observaciones permiten una mejor categorización del desarrollo pronuclear (pronúcleos de tamaño desigual, pronúcleos desplazados a la periferia de la célula o pronúcleos que no se unen a las 16-18 h o tienen un aparición más tardía) y su relación con un normal o menor desarrollo embrionario.
El tamaño del 1PN puede indicar que contenga los genomas masculino y femeninos, aquellos que presentan un área pronuclear grande (≥ 710 μm2) o un diámetro ≥ 31 μm, tienen un potencial de desarrollo similar al de los cigotos 2PN. No obstante, es necesario validar estos datos con más estudios.
Además, la monitorización time-lapse permite diferenciar entre el pronúcleo originado por espermatozoides y ovocitos por su proximidad al segundo cuerpo polar, con diferentes características morfocinéticas y morfométricas reportadas entre los dos pronúcleos. Un trabajo que me parece muy ilustrativo es el de Wei et al (2022) donde miden la distancia entre la posición de la extrusión del segundo cuerpo polar y el cono de fertilización o epicentro/posición inicial de la onda citoplasmática (mediante un software de análisis de vectores). Encuentran un alto grado de precisión en la formación de un cigoto 1PN, que se forma cuando la fusión del espermatozoide tiene lugar dentro de los 17 μm-18 μm desde el punto de extrusión del segundo cuerpo polar (dependiendo del sistema de observación time-lapse empleado). Sus observaciones indican:
Los cigotos 1PN diploides se forman cuando el espermatozoide se fusiona con la membrana del ovocito proximal a los cromosomas que se encuentran debajo del segundo cuerpo polar.
Una activación partenogenética femenina puede ser sospechada en cigotos 1PNs cuando no se observa la formación del cono de fertilización y ni la onda citoplasmática, debido a que el espermatozoide no ha entrado en el óvulo.
Una posible explicación de la formación de un cigoto 1PN anómalo cromosómicamente tras ICSI, puede tener su origen debido a fenómenos como la rotura de la membrana del citoplasma del ovocito, la aspiración del huso meiótico con la pipeta de inyección o cuando se inyecta un espermatozoide muy cerca del huso.
No obstante, la determinación de la ploidía del 1PN, a fecha de hoy, sólo es posible obtenerla mediante los estudios genéticos. El primero en alertar sobre el potencial de los cigotos 1PN fue Manor et al. (1966) aconsejando el análisis de estos embriones, a los que denominó “embriones indocumentados”, mediante la hibridación in situ fluorescente, FISH antes que ser descartados. Con los grandes avances en genética, hoy la biopsia de trofoectodermo seguida del Test Genético Preimplantacional para Aneuploidías (PGT-A) con secuenciación de última generación (NGS), combinado con el análisis de los polimorfismos de ADN, revelan si los embriones de 1PN son verdaderamente haploides, o si se ha producido una fecundación normal. Determinar los embriones derivados de 1PN euploide, permite contar con blastocistos euploides extra para los todos los casos en general y de un valor añadido en los casos de pobre pronóstico.
También se recomienda para confirmar que el feto es cromosómicamente normal, realizar pruebas prenatales no invasivas (NIPT) a las 9 a 10 semanas y por un diagnóstico prenatal como una muestra de vellosidades coriónicas (CVS) a las 11 a 12 semanas o una amniocentesis a las 15. –16 semanas.
Información a pacientes sobre los cigotos 1PN
Los resultados obtenidos en transferencia de embriones derivados de cigotos 1PN ponen de manifiesto que, aunque las tasas respecto a gestación y niño recién nacido frente a los embriones derivados de 2PN son más bajas, los embriones derivados de 1PN procedentes de FIV tienen tasas mayores de éxito que los de ICSI.
Si bien es cierto que no hay una evidencia fuerte sobre los embriones derivados de 1PN, debido a la gran variabilidad de criterios entre los diferentes centros, heterogeneidad a la hora de realizar los estudios y el desconocimiento de los resultados de niños nacidos. Por lo tanto, los pacientes deben recibir asesoramiento adecuado y tomar decisiones informadas sobre la seguridad de la transferencia de estos embriones, si prefieren descartarlos, realizar sólo un cultivo a blastocisto, en cuyo caso hay que valorar la posibilidad de una gestación molar, aunque hay publicados escasos casos, haploidia o disomia uniparental que podrían ser posibles.
Recientemente, en el I Simposio Hospital Ruber Madrid sobre Reproducción Asistida (7 y 8 de marzo de 2024), hemos tenido la oportunidad de conocer el trabajo de C. Ussher, embrióloga de Genea, Melbourne, (Australia) que ha tratado este tema y nos ha mostrado su experiencia con más de 18.802 ciclos. Dado que no todos los embriones derivados de cigotos 1PN son anormales, consideran su utilización en la rutina del laboratorio tras el empleo los test adecuados, PGT-A y herencia biparental. La posibilidad de obtener embriones euploides derivados de cigotos 1PN permite disponer de embriones extra especialmente en casos de pobre pronostico. El esfuerzo del laboratorio, análisis genéticos, información a pacientes etc. debe realizase manteniendo un delicado equilibrio entre el riesgo y la recompensa.
En resumen:
La propuesta de emplear cigotos 1PN en el rutina de laboratorio implica prudencia y una serie de planteamientos como son:
Realizar el cultivo extendido a blastocisto. Los cigotos 1PN tienen una tasa menor de desarrollo que los cigotos 2PN+2CP, en concreto los derivados de ICSI.
Necesario el análisis PGT-A y test biparental para determinar euploidia (2,7%)
Los embriones derivados de cigotos 1PN, son adicionales, no prioritarios para transferir. Aunque permiten aumentar el número de embriones para transferencia, tienen baja tasa de implantación y gestación.
Su implementación en el programa de reproducción exige más tiempo para informar a los pacientes, firmar un consentimiento informado específico y consensuar con ellos el modo de proceder.
En la rutina del laboratorio implica más cultivos extendidos a blastocistos a controlar, realizar las pruebas genéticas de PGT-A y de herencia biparental, así como la criopreservación los embriones euploides extra.
Son necesarios más estudios, estandarizados y con fiel reflejo de los resultados de los nacimientos de los niños nacidos de embriones derivados de cigotos 1PN.
En 1978 se anunció el nacimiento de Luois Brown mediante la fecundación in vitro (FIV), óvulos y espermatozoides entrando en contacto fuera del cuerpo de la mujer, fue un hito en las historia de la medicina reproductiva. Una puerta de esperanza se abría a mujeres con trompas obstruidas para poder llegar a ser madres. No obstante, no estuvo exenta de polémica, se formó un revuelo mayúsculo a todos los niveles, científico-ético-legal-social.
El nacimiento de Louise Brown en Reino Unido (1978), se vio secundado con el nacimiento de Amandine en Francia (1981) y Victoria Anna en España (1984), por mencionar algunos de los primeros nacimientos.
En 1992, la sorpresiva noticia de una técnica que conseguía fecundar el ovulo con la inyección de un espermatozoide en su interior (ICSI, inyección intracitoplasmática de espermatozoide) supuso un paso de gigante para sortear el factor masculino. Fue tanto su impacto que se llegó a poner en duda la utilidad del estudio andrológico del varón y la necesidad de los bancos de semen.
Antes de continuar, comentar que la FIV pasó a determinarse FIV convencional (FIVc) para diferenciarla de la ICSI, ya que de forma general ambas son técnicas de fecundación in vitro.
Una de las razones por la que la ICSI se implementó en los laboratorios a gran velocidad era que la FIVc, en casos de factor masculino, tenía bajo rendimiento, había casos donde la fecundación era baja, y altas tasas de fracaso de fecundación total
Indicaciones iniciales de la ICSI:
Alteraciones graves de los espermatozoides en cuanto a su número (Oligozoosperia); formas normales (Tratozoospermia) movilidad (Astenozoospermia); combinación de alteraciones (OTA); Número inferior a 100.00 espermatozoides / ml (Criptozoospermia)
Otras indicaciones que se han venido añadiendo NO por factor masculino:
Edad materna
Reserva ovárica disminuida
Endometriosis
PGT
Fracaso de fecundación
Ovocitos vitrificados
Maduración ovocitos in vitro
Con los años, a pesar de que cada técnica tiene sus indicaciones, la ICSI se ha convertido, en muchos centros, en la única técnica para resolver todos los problemas de reproducción asistida, independientemente de que exista un factor masculino o no. A pesar de las pautas de las diferentes sociedades científicas sobre el empleo de la ICSI sólo en los casos de factor masculino, su uso generalizado ha aumentado de manera llamativa. Esto no debería ser así a tenor de los resultados publicados, donde la ICSI para casos de no-factor masculino señalan la existencia de una gran brecha entre la evidencia y los resultados clínicos.
Por otro lado, aspectos a tener en cuenta son que la ICSI aumenta la carga de trabajo del laboratorio de FIV, supone un alto costo para el paciente e implica cuestiones aún pendientes sobre el posible alteraciones en la manipulación de los gametos e influencia en la salud de la descendencia. La evidencia limitada sugiere que los bebés nacidos tras ICSI tienen un mayor riesgo de malformaciones congénitas, anomalías cromosómicas y perfiles hormonales reproductivos alterados que los niños concebidos naturalmente. Un estudio del grupo nordico CoNARTaS sobre riesgo de malformaciones congénitas en nacidos únicos concebidos tras ICSI indica que es ligeramente mayor tras la ICSI en fresco en comparación con una FIVc en fresco.
Basándonos en las amplias revisiones de Martina Balli et al. (2022) y Sciorio y Esteves (2022) podemos extraer una serie de recomendaciones respecto al uso de la ICSI y FIV dependiendo de la existencia o no de factor masculino (Fig. 1). Considero que son unas revisiones sumamente interesantes y con una llamada a la racionalidad a la hora de emplear la técnica más adecuada a cada caso. Hablamos continuamente de personalizar los tratamiento y, por tanto, se debería contemplar que la ICSI no parece ser más ventajosa para casos de no-factor masculino en general. Si bien, en los casos de ovocitos vitrificados o la maduración de ovocitos in vitro, debido al posible endurecimiento de la zona pelúcida, la ICSI sería la técnica adecuada. También recomiendan tener máximo cuidado de los detalles a la hora de realizar la FIVc, ya que existe una gran heterogeneidad en el desarrollo de la técnica, en cuanto al tiempo de incubación antes de poner en contacto los gametos; tiempo de exposición los óvulos los espermatozoides; tensión de oxígeno empleado en el cultivo, etc.)
Fig. 1 recomendaciones de un uso más racional de la ICSI
En la misma línea la revisión de Cutting et al, 2023 concluyen que no hay prácticamente diferencia entre ICSI y FIVc de parejas donde no hay factor masculino, ya que las tasas de implantación, embarazo clínico, tasas de embarazo intrauterino viable, tasas de aborto espontáneo, tasas de embarazo múltiple, y resultados para eventos adversos (preeclampsia, embarazo ectópico, prematuridad) son similares. En cuanto a las tasas de nacidos vivos, la evidencia actual indica que ninguno de los métodos es superior al otro, No obstante, respecto a este punto los autores manifiestan que se requiere más investigación
Comentarios
1.- La FIVc merece una máxima atención en los detalles por parte de los profesionales que realizan las técnicas. Más atención a los detalles del proceso.
2.- La ICSI ha demostrado ser muy eficaz en casos donde el factor masculino es limitante. Sin embargo, en casos donde el factor masculino no es limitante, su eficacia no está demostrada frente a la FIVc.
3.- El uso de la ICSI, no debería ser el primer método de fecundación en casos de gametos masculinos y femeninos presumiblemente sanos, por la comodidad de una rutina constante en el laboratorio de FIV, ni un miedo irracional al fracaso total de fecundación.
4.- Un aspecto importante a la hora de evaluar el método de fecundación más adecuado, para parejas con infertilidad sin factor masculino, es valorar cuidadosamente las posibles consecuencias en la salud de la descendencia.
A fin de seleccionar espermatozoides donde el daño en la cadena de ADN, ya sea en la cadena simple o en la doble cadena (causa de abortos) pueda ser reducido, se han desarrollado diferentes metodologías de selección espermática en la aplicación de las técnicas de reproducción asistida (TRA).
Método swim-up, los espermatozoides móviles nadan desde un sedimento prelavado hacia una capa de medio fresco para su selección.
Método de gradiente de densidad, donde se utilizan fuerzas centrífugas para separar los espermatozoides de acuerdo con su gradiente de densidad.
Como todas las técnicas presentan ventajas, como la selección de espermatozoides móviles y funcionales. Así como desventajas como:
Centrifugación de las muestras: al hacerlo a altas velocidades de rotación, perjudican la morfología de los espermatozoides, la integridad del ADN y compromete su vitalidad, debido a la generación de altos niveles de especies reactivas de oxígeno (ERO).
Consumen mucho tiempo en su realización y material.
Los resultados pueden variar en función de la persona que realice la técnica.
Respecto a qué método es mejor, la evidencia es muy baja ya que se desconoce si hay diferencias significativas entre las tasas de gestación clínica, las tasas de aborto o las tasas de embarazo en curso.
Técnicas avanzadas de selección espermática.
En busca de una mejor selección espermática donde el porcentaje de espermatozoides funcionales sea mayor y disminuyan los niveles de ERO, se han desarrollado otras técnicas avanzadas, en función de diferentes características espermáticas como:
Movilidad: Cámaras microfluídicas
Carga superficial de membranas: Potencial Z
Morfología: MSOME: Examen Morfológico de Orgánulos Espermáticos / IMSI: Inyección Intracitoplasmática Morfológicamente Seleccionada de Espermatozoides.
Integridad y proteínas de membrana: PICSI / HBA: Ensayo fisiológico de unión ICSI / Hialurónico; MACS: Clasificación de células activadas magnéticamente.
De todas estas técnicas nos centraremos en la primera.
Cámaras microfluídicas
Desde hace unos 20 años, se viene desarrollando la tecnología microfluídica, pero hasta el 2002 no se publicó el primer artículo de revisión sobre la tecnología microfluídica en las TRA.
Una cámara multifluídica es un dispositivo, chip microfluídico, basado en la aplicación de propiedades de dinámica de fluidos a microescala para gestionar el movimiento eficiente de los espermatozoides. Básicamente se distinguen tres tipos de chips microfluídicos, en función de su mecanismo de acción, aquellos que emplean una fuente externa se consideran activos (por ejemplo, bombas de jeringa), mientras que los que no lo hacen se consideran pasivos (por ejemplo, presión hidrostática) y dispositivos de selección inducidos por estímulos externos.
Además, en los diferentes dispositivos, la investigación se ha basado en las características de los espermatozoides (concentración, morfología, vitalidad, movilidad) y, en las características del tracto reproductivo femenino tales como la respuesta de los espermatozoides a los estímulos mecánicos; la interacción de los espermatozoides con la superficie de las paredes limítrofes siguiéndolas y cambiando sus orientaciones espaciales (tigmotaxis); la tendencia de los espermatozoides con capacidad de nadar en la dirección opuesta al flujo de fluidos circundante (reotaxis); las características químicas (quimiotaxis) y térmicas (termotaxis)
Uso clínico.
En el laboratorio de FIV se emplean basicamente dos tipos de chip microfluícos dependiendo de la técnica a realizar. De manera que para la ICSI se emplean unos dispositivos basados en un diseño de microcanal simple. La plataforma ICSI consta de microcanales paralelos e idénticos(Fig.1 A). Después de un corto tiempo de incubación, los espermatozoides extraídos en la salida están listos para ser utilizados (ZyMōt ICSI y FERTILE)
Cuando es necesario un mayor volumen de semen para realizar IUI o FIV se emplea un chip de microfluidos de doble cámara sin flujo. Básicamente, consiste en una primera cámara que es la entrada donde se inyecta una muestra de semen no tratada y los canales de fluido están separados de la segunda cámara de recolección por una membrana microporosa, donde se añade medio de lavado de espermatozoides (cámara de recuperación) El chip se incuba durante 30 minutos a 37 °C. Durante ese tiempo, los espermatozoides móviles y de morfología normal pueden atravesar la membrana microporosa (tamaño de poro de 8 μm) para llegar a la cámara de recuperación, de donde son recogidos (ZyMōt Multi y FERTILE Plus/Ultimate)
Fig.1 .- Distintos chip microfluídicos. Los modelos A y C son los que se utilizan con mayor frecuencia en uso clínico.
Ventajas
Esta técnica permite una selección precisa de los espermatozoides móviles en un período de tiempo bastante corto, presentando los espermatozoides seleccionados menos rotura de cadena doble y reducida presencia de especies reactivas de oxígeno. Estos sistemas tienen otra ventaja, se emplea muy bajo volumen de las muestras y se requiere poco tiempo para su preparación en caso de realizar ICSI, para inseminación artificial (IUI) hay chip microfluidicos de mayor volumen.
Desventajas
No se deben utilizar, dado su bajo rendimiento en pacientes con factor masculino severo, son necesarios unos valores mínimos en cuanto al número, movilidad y morfología espermática. Tampoco está aconsejados su uso en muestras congeladas de semen.
Desafortunadamente, los dispositivos para el uso clínico tienen dos principales inconvenientes: un alto coste y el bajo rendimiento de la muestra en términos de volumen.
¿En qué casos está indicado el uso de las cámaras microfluidicas?
Casos de alta fragmentación de ADN espermático
Fallos repetidos de implantación tras varios intentos de inseminación intrauterina.
Infertilidad de larga duración o con subfertilidad masculina
Ciclos previos con baja tasa de fecundación, menor calidad embrionaria, menor tasa de implantación y mayor tasa de aborto recurrente.
Varicocele
Resultados
A pesar de seleccionar espermatozoides con menos fragmentación de ADN y buena movilidad, no parece existir una diferencia significativa entre el uso de la cámara microfluídica y las técnicas de swim-up y gradientes de densidad, en cuanto a tasa de fecundación, blastocistos de buena calidad y tasas de gestación. Aunque si hay una tendencia hacia una tasa mayor de blastocistos euploides, de implantación y embarazo clínico.
Comentarios
Has de saber que el objetivo de todas las técnicas desarrolladas, y en investigación, es el de predecir el potencial fértil del varón y recuperar espermatozoides que permitan, no solo alcanzar la gestación, sino el nacimiento de un niño sano.
Nos hemos centrado en los dispositivos multifluídicos que tienen un futuro prometedor, pero dada su complejidad requiere de líneas de investigación multidisciplinar, biomedicina e ingeniería. Además se ha se seguir trabajando en conseguir una mayor accesibilidad para implementar los laboratorios de FIV.
A día de hoy, no existe una evidencia fuerte sobre qué técnica es el Gold standar para la selección espermática. Es necesario realizar meta-análisis que validen los resultados obtenidos dada la controversia existente entre los diversos trabajos publicados.
El haber participado, casi desde el principio, en el mundo de la reproducción humana asistida en nuestro país, da una visión de conjunto muy amplia, de cómo ha ido evolucionado. Comenzamos con transferencias de embriones tempranos, día 2 (D+2), unas 48 h tras la inseminación de los óvulos, en estadio de 4 células. Posteriormente, la mejora de los medios y equipos nos permitieron ganar 24h más en el cultivo de los embriones, día 3 (D+3), además de facilitar la selección embrionaria. Y luego, las mejoras técnicas y profesionales, han dado lugar, a día de hoy, el poder transferir blastocistos en día 5 (D+5) (114-118h posinseminación) y (D+6) (136-140h posinseminación), no sólo mejorando la selección embrionaria, sino consiguiendo la transferencia de un único blastocisto, con lo cual las tasas de gestaciones múltiples se han visto reducidas considerablemente.
Y en este punto ¿por qué no transferir en día 7 (D+7)?
En principio, lo ideal es transferir blastocistos en D+5, pero es cierto que algunos blastocistos alcanzan su expansión con una masa celular interna (IMC) y trofoblasto (TF) adecuados en D+6. Cada vez aparecen más publicaciones en la que abogan por cultivar, biopsiar y/o congelar blastocistos en D+7 (144h posinseminación) y no descartarlos como se ha venido haciendo en un gran número de centros hasta ahora.
Es de resaltar que la clasificación de los blastocistos no ha sido una tarea nada fácil, porque entre los mismos expertos muchas veces no hay acuerdo. En 2021, durante el Congreso ASEBIR, nuestra compañera M Carme Pons del Grupo de Interés de Embriología presentó, una propuesta de clasificación de los blastocistos. Pero debido a que aún no hay suficientes datos los blastocistos tanto en D+5 como D+6 se clasifican igual, es decir, no hay una penalización para los blastocistos día 6. Nos queda pendiente también la valoración del D+7.
Clasificación blastocistos D+5/d+6 según criterios ASEBIR, 2021
Llegados al día 6, los blastocistos que no han alcanzado una buena morfología son descartados en un gran número de centros. De hecho, se han venido considerando los blastocistos de D+6 y D+7 de bajo pronóstico. A pesar de ello, algunos equipos han seguido su cultivo a D+7 y han obtenido un 5% de blastocistos adicionales. Un 5% en blastocistos D+7 es una tasa muy baja frente al 65% de blastocistos obtenidos en D+5 o 30% en D+6, pero un aspecto a destacar es que los criterios de valoración del blastocisto no son los mismos entre los diferentes centros. En este sentido se espera que los estudios donde se incorpora el time -lapse y /o la inteligencia artificial (IA), permitan delimitar mejor el D+7.
Cultivar blastocistos hasta D+7 podría tener cierta ventaja para aquellos blastocistos que en D+6 aún no se han expandido, así podrían alcanzar su máxima expansión y también, la obtención de un mayor número de células en las sucesivas divisiones. De manera que, blastocistos viables que en D+6 no presentan un aspecto típico o estuviesen en el límite para su descarte, podrían ser rescatados. Por otro lado, si el blastocisto D+6 en 24h no se divide o presenta células lisadas o degeneradas sería descartado evitando el congelar un blastocisto no viable.
¿Qué sabemos sobre los resultados de D+7?
No se puede dar una respuesta concluyente, los estudios sobre la transferencia de blastocistos en D+7 son muy limitados y controvertidos, además el número de blastocistos D+7 objeto de estudio, es muy reducido.
Nos encontramos con otra limitación, debido a que los blastocistos que llegan a D+7 no se transfieren en ciclos en frescos, ya que con toda seguridad la ventana de implantación se ha perdido, se transferirían en un ciclo diferido esperando conseguir una mayor sincronización con el endometrio. La limitación a la que nos referimos es en referencia a los métodos empleados de criopreservación, criopreservación lenta y vitrificación, que difieren entre los centros y no se obtienen las mismas tasas de supervivencia empleando un método u otro.
Tomando como referencia la mini revisión realizada por Hammond et al., 2018, se recogen datos que nos dan una idea de los resultados transfiriendo en D+7, a partir del 5% de blastocistos rescatados. Las tasas de implantación con blastocistos D+7 se encuentra, dependiendo de la edad de la paciente, entre 17-56%; con una tasa de aborto elevada del 20%. La gestación clínica es de un 20-56% y recién nacido vivo 11-42%. No se ha publicado alteraciones neonatales.
El diagnóstico genético preimplantacional de aneuploidías (PGT-A) en blastocistos D+7, pone de manifiesto que la tasa de euploidia es de un 34% (25%-49%) y que los blastocistos euploides en D+7 implantan igual que los blastocistos en D+5 y D+6. Y los blastocistos D+7 con PGT-A tienen unos resultados respecto a tasa de implantación, gestación clínica y recién nacido vivo, superiores a los que no se les realiza PGT-A.
A la vista de lo publicado hasta ahora se hace necesaria una mayor investigación donde determinar:
Unificar criterios de vitrificación, grado de expansión del blastocisto.
Determinar qué factores influyen en un desarrollo lento del blastocisto, como por ejemplo los medios de cultivos (composición, secuenciales o únicos, tensión de oxígeno, etc.); estimulación ovárica; calidad embrionaria, etc.
Además, es necesario que los estudios se realicen siguiendo una rigurosa metodología para realizar una revisión sistemática y meta análisis.
Llevar el cultivo de blastocistos a D+7 dependerá de la política de centros y su valoración del coste /beneficio para los pacientes y para el propio centro. Este cultivo a D+7 pueda estar dirigido a un número reducido de pacientes que no han podido biopsiar y/o criopreservar blastocistos en D+5/D+6, así como pacientes de edad avanzada (>38 años) con pocos blastocistos disponibles e incluso aquellos que no están dispuestos a repetir ciclo o que desean por encima de todo sus propios gametos.
Como ya hemos mencionado, es necesario realizar PGT-A en blastocistos D+7, la transferencia de blastocisto euploides D+7 evita transferencias inefectivas, mejorando los resultados de este tipo de blastocistos. Según Cimadomo et al., 2022, han estimado que sobre un 7,3% de pacientes obtienen blastocistos en D+7, de las cuales sólo un 4,4% tendrán blastocistos euploides y recién nacido vivo.
Para finalizar, se recomienda precaución en la implementación del cultivo D+7, debe basarse en una evaluación cuidadosa de la historia reproductiva de cada caso. Donde se debe informar detalladamente a los pacientes sobre los blastocistos D+7, respecto a su menor competencia respecto a los blastocistos de desarrollo más rápidos.
El proceso de reproducción asistida es largo, y en ocasiones tedioso, dependiendo de cada caso. Quizás una de las etapas de ICSI donde se produce un duro golpe para los pacientes, es cuando el resultado de la fecundación de los óvulos es fallo total o muy baja fecundación.
Para que la fecundación del ovocito por el espermatozoide se lleve a cabo son necesarios una serie de mecanismos bioquímicos y moleculares, entre ellos, la activación del ovocito. Sobre este hecho, vamos a comentar varios aspectos.
¿En qué consiste la activación del ovocito (AO)?
La activación del ovocito (AO) consiste en una serie de cambios, eventos moleculares, regulados principalmente por la liberación de calcio intracelular. Los ovocitos maduros, en la etapa de metafase II (MII), se detienen, y no finalizarán la meiosis hasta que un espermatozoide entre en el ovocito y se culmine así, su fecundación. Para ello es fundamental la presencia de un factor espermático, la fosfolipasa C zeta (PLCZ1) responsable de desencadenar las oscilaciones de calcio (Ca2+) necesarias para iniciar el proceso de activación de los ovocitos. De manera que, se activa una cascada de eventos que completan la fecundación caracterizada por la reacción cortical (exocitosis de los gránulos corticales), reanudación de la meiosis, extrusión del segundo corpúsculo polar y formación pronuclear (masculino y femenino). El patrón específico de oscilaciones de calcio es fundamental para AO, así como para el posterior desarrollo embrionario, antes y tras la compactación.
Cuando la PLCZ1 es anormal, está reducida o ausente en los espermatozoides, da lugar al fallo o baja tasa de fecundación. Por lo tanto, si el espermatozoide no es capaz de iniciar los cambios o el ovocito no es capaz de generarlos, la fecundación no llegaría a producirse
La ausencia de activación ovocitaria se ha estimado que tiene una incidencia en ICSI entre 1-3%, dando lugar al fracaso total o baja tasa de fecundación. Este hecho parece estar relacionado con la duración de la infertilidad; infertilidad primaria; número total de ovocitos recogidos y factores masculinos y/o femeninos. Sin embargo, la edad de la mujer, la duración de la estimulación ovárica, así como las dosis empleadas de FSH y de gonadotropinas, no parecen estar relacionadas directamente con el fracaso total o baja tasa de fecundación.
¿Es posible inducir la activación del ovocito?
Para intentar paliar este problema se puede inducir una activación ovocitaria asistida (AOA), la cual consiste en provocar de forma artificial las oscilaciones de calcio dentro del ovocito, con la idea de que este «empujón» sirva para que el resto de procesos se sucedan de forma natural.
Dicha AOA se consigue a través de diversas vías, como son: estímulos mecánicos, eléctricos o químicos. Actualmente, el método químico es el más usado, consiste en una breve exposición de los ovocitos microinyectados a un medio de cultivo con ionóforo de calcio durante un breve periodo de tiempo, unos 10 min.
Indicaciones
Está indicado llevar a cabo una AOA en los siguientes casos:
Fallo total de fecundación o tasa de fecundación menor al 30% tras un ciclo de ICSI previo.
Factor masculino muy severo: globozoospermia, espermatozoides de biopsia testicular, defectos severos en la cabeza del espermatozoide.
Mala calidad o bloqueo embrionario en ciclo anterior. Existe evidencia sobre la mejora no solo la tasa de fecundación, sino también la calidad embrionaria y la tasa de embarazo tras la AOA.
Lamentablemente no es posible predecir en qué ciclos vamos a encontrar problemas de fecundación, incluso un fracaso total.
¿Qué riesgos hay aplicando la AOA?
A día de hoy se tiene suficiente evidencia para saber que la AOA aumenta las tasas de éxito en pacientes con fallo de fecundación recurrente.
No obstante, la técnica se sigue considerando experimental, ya que son necesarios más estudios para garantizar la seguridad de la misma a largo plazo y no se descarta posibles efectos epigenéticos.
Actualmente esta técnica ¿es de uso clínico?
La respuesta es no. Sólo está permitido llevar a cabo las técnicas de reproducción asistida (TRA) recogidas en la legislación española. Las TRA empleadas han demostrado que son efectivas y seguras, han de ser realizadas en centro acreditados, con personal especializado, equipos adecuados, así como el material con los más altos estándares de calidad, testado y certificado por organismos tanto a nivel nacional como europeo.
Aunque existen medios de cultivo para la activación ovocitaria específicos para reproducción asistida, de momento sólo se pueden emplear en investigación.
Si bien es cierto que se emplea en determinadas parejas, tras una exhaustiva información, donde se les aconseja la realización adicional de técnicas de diagnóstico prenatal, amniocentesis o biopsia de corion. En España nacieron los primeros niños tras la activación de ionóforo de calcio en 2010 dentro de un estudio llevado acabo por el centro IVI Vigo.
Test Diagnósticos innovadores
Actualmente se están desarrollando diversas estrategias de manejo basadas en el diagnóstico de deficiencia de activación ovocitaria, tal como recoge el extenso trabajo de Campos et al., 2023, abordando tanto la activación ovocitaria convencional como en métodos de activación ovocitaria alternativos como son:
-El cribado genético incluye la evaluación de los principales genes en los espermatozoides, mutaciones de PLCZ1 (genes ACTL7A, ACTL9) y los ovocitos implicados en el proceso de AO (WEE2, TLE6, PATL2, TUBB8, CDC20 y NLRP5)
El cribado genético es un método atractivo para recopilar información sobre el posible origen del fracaso de la fecundación y que sea más fácil de introducir en la clínica.
– Los Test indirectos PLCZ1, que son de dos tipos: a) Test heterólogos, usan ovocitos de animales, especialmente en ratón, prueba de activación de ovocitos de ratón (MOAT, mouse oocyte activity test), y el ensayo de calcio de ovocitos (MOCA, mouse oocyte calcium analyses)
b) Test homólogos: Es bastante reciente este ensayo en humanos para estudiar el calcio en ovocitos humanos (HOCA, human oocyte activity calcium)
–Técnicas inmunoensayo
Actualmente se están desarrollando diferentes test diagnósticos, de forma experimental, como: – Test indirectos PLCZ1: 1) Test heterólogos, con ovocitos ratón, prueba de activación de ovocitos de ratón (MOAT, mouse oocyte activity test), y el ensayo de calcio de ovocitos (MOCA, mouse oocyte calcium analyses) b) Test homólogos: Es bastante reciente este ensayo en humanos para estudiar el calcio en ovocitos humanos (HOCA, human oocyte activity calcium) -Técnicas inmunoensayo – Cribado genético incluye la evaluación de los principales genes en los espermatozoides, mutaciones de PLCZ1 y los ovocitos implicados en el proceso de AO
La decisión de utilizar un protocolo de activación ovocitaria convencional o alternativa depende del origen del gameto, del espermatozoide o del ovocito, por fallo de fecundación. Si bien estas técnicas son experimentales y bastante complejas como para llevarlas al uso clínico.
Comentarios finales
La AO es una técnica que está aún en investigación. Ya existen estudios que muestran un beneficio claro en la tasa de fecundación para casos con fallos de fecundación, no obstante, es crucial confirmar que no tiene efectos negativos en los embriones y niños nacidos.
El reciente trabajo de Akashi et al (2023), son bastante prometedores, ya que no sólo concluyen que no existen riesgos perinatales aplicando esta técnica, sino que van más allá de las indicaciones de AOA, señalando que podría aplicarse esta técnica en casos donde la fecundación sea inferior al 50%.
En referencia a los estudios sobre el seguimiento de niños nacidos mediante esta técnica, hasta el momento son tranquilizadores, pero son muchos los aspectos a evaluar, entre ellos la epigenética, y requiere un seguimiento a muy largo plazo.
Aunque la AOA da buenos resultados y no parece influir de forma negativa sobre la descendencia se debe aplicar en clínica de forma juiciosa y tras un asesoramiento adecuado a los pacientes.
La AOA no de uso clínico, sino experimental, por lo cual se debería emplear en el marco de estudios bien documentados y aprobados por un Comité Científico u Organismo competente.
El desarrollo de nuevos test permitirá conocer de forma más certera las causas de la AO y por lo tanto mejorar los resultados aplicando técnicas convencionales o alternativas.
